ClearLLab 10C - Versión en español

COMBINACIONES DE ANTICUERPOS CE PARA EL ANÁLISIS DE LEUCEMIA/LINFOMA* P ANELES C LEAR LL AB 10C

REGISTRO DE CASOS

Todos los eventos importan * Solo linfoma no hodgkiniano

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Beckman Coulter • Paneles ClearLLab 10C • C33353 AB

TABLA DE CONTENIDOS

INTRODUCCIÓN................................................................................3 ANTECEDENTES...............................................................................3 RECOMENDACIONES DE CONSENSO PARA INMUNOFENOTIPADO........................................................ 4 USO PREVISTO DE LOS PANELES CLEARLLAB 10C.............. 4 PANELES CLEARLLAB 10C............................................................ 4 KIT DE COMPENSACIÓN CLEARLLAB........................................ 5 SELECCIÓN E INTERPRETACIÓN DE CASOS............................ 5 DOCUMENTOS RELACIONADOS................................................. 6 REFERENCIAS................................................................................... 6 CASOS.................................................................................................7 NINGUNA ANOMALÍA INMUNOFENOTÍPICA............................7 SANGRE COMPLETA PERIFÉRICA........................................... 7 Caso n.º 1: Sangre completa normal.................................. 7 MÉDULA ÓSEA..............................................................................32 Caso n.º 2: Médula ósea normal.........................................32 GANGLIOS LINFÁTICOS.............................................................56 Caso n.º 3: Ganglios linfáticos normales........................56 PROCESO NEOPLÁSICO DE ORIGEN DE LINFOCITOS B....80 LINFOMA LINFOBLÁSTICO/LEUCEMIA LINFOBLÁSTICA DE LINFOCITOS B.................................... 80 Caso n.º 4: Linfoma linfoblástico/leucemia linfoblástica aguda de linfocitos B.................................. 80 LINFOMA LINFOBLÁSTICO/LEUCEMIA LINFOBLÁSTICA DE LINFOCITOS B...................................105 Caso n.º 5: Linfoma linfoblástico/leucemia linfoblástica aguda de linfocitos B.................................105 LEUCEMIA LINFOCÍTICA CRÓNICA/LINFOMA LINFOCÍTICO PEQUEÑO..........................................................130 Caso n.º 6: Leucemia linfocítica crónica/linfoma linfocítico pequeño................................................................130 LEUCEMIA LINFOCÍTICA CRÓNICA/LINFOMA LINFOCÍTICO PEQUEÑO.......................................................... 154 Caso n.º 7: Leucemia linfocítica crónica/linfoma linfocítico pequeño................................................................154 LINFOMA DE CÉLULAS DEL MANTO................................. 178 Caso n.º 8: Linfoma de células del manto................... 178 MIELOMA DE CÉLULAS PLASMÁTICAS........................... 202 Caso n.º 9: Mieloma de células plasmáticas..............202 LINFOMA FOLICULAR............................................................. 226 Caso n.º 10: Linfoma folicular...........................................226

LINFOMA DE LINFOCITOS B DE ORIGEN EN EL CENTRO GERMINAL...................................................250 Caso n.º 11: Linfoma de linfocitos B de origen en el centro germinal...........................................................250 LINFOMA DE LINFOCITOS B MADUROS..........................274 Caso n.º 12: Linfoma de linfocitos B maduros.......... 274 LINFOMA DE LINFOCITOS B MADUROS......................... 298 Caso n.º 13: Linfoma de linfocitos B maduros..........298 PROCESO NEOPLÁSICO DE ORIGEN DE LINFOCITOS T........................................................................322 LEUCEMIA LINFOBLÁSTICA DE LINFOCITOS T/LINFOMA LINFOBLÁSTICO................................................322 Caso n.º 14: Leucemia linfoblástica de linfocitos T/linfoma linfoblástico de linfocitos T.......................... 322 LEUCEMIA LINFOBLÁSTICA DE LINFOCITOS T/LINFOMA LINFOBLÁSTICO...............................................346 Caso n.º 15: Leucemia linfoblástica de linfocitos T/linfoma linfoblástico de linfocitos T..........................346 LINFOMA GRANULAR DE CÉLULAS GRANDES DE LINFOCITOS T................................................ 370 Caso n.º 16: Trastorno linfoproliferativo de linfocitos T..........................................................................370 LINFOMA GRANULAR DE CÉLULAS GRANDES DE LINFOCITOS T................................................394 Caso n.º 17: Trastorno linfoproliferativo de linfocitos T..........................................................................394 PROCESO NEOPLÁSICO DE ORIGEN MIELOIDE..................418 LEUCEMIA MIELOIDE AGUDA............................................... 418 Caso n.º 18: Leucemia mieloide aguda..........................418 LEUCEMIA MIELOIDE AGUDA..............................................442 Caso n.º 19: Leucemia monocítica aguda...................442 LEUCEMIA MIELOIDE AGUDA..............................................466 Caso n.º 20: Leucemia mieloide aguda-NOS............466 LEUCEMIA MIELOIDE AGUDA..............................................490 Caso n.º 21: Leucemia promielocítica aguda............ 490 LEUCEMIA MIELOIDE AGUDA............................................... 514 Caso n.º 22: Leucemia monocítica aguda...................514 SÍNDROME MIELODISPLÁSICO............................................ 538 Caso n.º 23: Síndrome mielodisplásico........................538 SÍNDROME MIELODISPLÁSICO............................................ 562 Caso n.º 24: Síndrome mielodisplásico........................562

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INTRODUCCIÓN Este registro de casos se ha diseñado como ayuda durante el análisis de datos de inmunofenotipadomediante citometría de flujo generados con los reactivos marcados con CE-IVD de los paneles ClearLLab 10C de Beckman Coulter para el análisis de leucemia y linfoma en los citómetros de flujo Navios y Navios EX de Beckman Coulter. Se incluyen casos demuestras con resultados de características habituales de diferentes neoplasias linfocíticas ymielocíticas, así como casos de pacientes con resultados clínicos o de laboratorio que indican un proceso tumoral pero en el que no se ha identificado ninguna anomalía inmunofenotípica. Los tipos de muestra incluyen sangre completa periférica, médula ósea y ganglios linfáticos. Cada caso incluye una viñeta clínica en la que se describen los datos demográficos y la anamnesis del paciente, archivos de datos en modo de lista específicos del caso para que el usuario de este registro de casos realice un segundo análisis, protocolos de análisis específicos para el ClearLLab 10C que deben emplearse con los datos en modo de lista y un informe en el que se muestra el análisis con los protocolos proporcionados. Cada informe incluye notas de análisis que destacan los resultados de inmunofenotipado y posibles riesgos. NOTA: Se proporcionan ejemplos de registro de casos con fines ilustrativos solamente. Puede que no queden plasmadas todas las categorías de neoplasias hematolinfocíticas y que no se describan o muestren todas las posibles variantes inmunofenotípicas. ANTECEDENTES El inmunofenotipado mediante citometría de flujo evalúa la presencia y la ausencia de antígenos específicos para cada célula individual presente en la muestra. Cuando se toman juntos, estos resultados generan un perfil inmunofenotípico para cada célula que es coherente con una población esperada (es decir, normal) o incoherente con una población esperada (es decir, atípica) en ese tipo de muestra. Al evaluar muestras de pacientes en los que se sospecha la existencia de neoplasias hematolinfoides, se incluyen varios pasos 1 :

• Evaluación de todas las poblaciones celulares de la muestra.

• Asignación de cada población celular como «normal» o «atípica».

• Caracterización detallada de la población atípica según la presencia o ausencia de antígenos, así como el aumento o la disminución de la intensidad de la tinción por anticuerpos marcados con fluorocromo. • Interpretación del inmunofenotipo atípico, incorporando, cuando sea posible, información adicional, como anamnesis, histología, citología, inmunohistoquímica y estudios de genotipado, como hibridación in situ, cariotipo y diagnóstico molecular.

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RECOMENDACIONES DE CONSENSO PARA INMUNOFENOTIPADO Las recomendaciones de consenso para el inmunofenotipado citométrico de flujo de muestras de pacientes, en las que se sospecha o es conocida la existencia de neoplasias hematolinfoides, han surgido en las últimas dos décadas, y se han publicado varias directrices en publicaciones científicas. El inmunofenotipado mediante citometría de flujo se ha incluido en la clasificación de la OMS de tumores de tejidos hematopoyéticos y linfoides desde 2008 2 . Las indicaciones médicas y la validación del ensayo de citometría de flujo, incluidos los detalles preanalíticos, analíticos y posanalíticos de las pruebas, se abordan en las recomendaciones de la Conferencia de Consenso Internacional Bethesda de 2006 3,4,5 y las directrices de prácticas del ICSH y el ICCS para los ensayos de fluorescencia basada en células 6,7,8 . USO PREVISTO DE LOS PANELES ClearLLab 10C Los paneles ClearLLab 10C están diseñados para uso diagnóstico in vitro para la identificación cualitativa de poblaciones celulares mediante el inmunofenotipado con múltiples parámetros en los citómetros de flujo Navios y Navios EX. Se utilizan estos reactivos como una ayuda en el diagnóstico diferencial de pacientes con valores hematológicos anómalos que tienen, o en los que se sospecha la existencia de, las siguientes neoplasias hematopoyéticas: leucemia crónica, leucemia aguda, linfoma no hodgkiniano, mieloma, síndrome mielodisplásico (SMD) o neoplasias mieloproliferativas (NMP). Pueden utilizarse los reactivos con sangre completa periférica (obtenida en K 2 EDTA, ácido cítrico y dextrosa [ACD] o heparina), médula ósea (obtenida en K 2 EDTA, ACD o heparina) y muestras de ganglios linfáticos. La interpretación de los resultados debe confirmarla un anatomopatólogo o profesional equivalente junto con otros hallazgos clínicos y de laboratorio.

Estos reactivos proporcionan resultados cualitativos de varios parámetros para los antígenos de superficie siguientes:

Paneles ClearLLab 10C

Láser azul

Láser rojo

Láser violeta

APC- A750 PB KRO

Ref.

Tubo

FITC PE ECD PC5.5 PC7 APC APC- A700

B96805 Tubo para linfocitos B

Kappa Lambda CD10 CD5 CD200 CD34 CD38 CD20 CD19 CD45

B96806 Tubo para linfocitos T

CD4

CD2 CD56 CD5 CD34 CD7

CD8

CD3 CD45

TCR γδ

HLA- DR HLA- DR

B96807 Tubo para mieloide M1

CD16

CD7

CD10 CD13 CD64 CD34 CD14

CD11b CD45

B96808 Tubo para mieloide M2

CD15

CD123 CD117 CD13 CD33 CD34 CD38

CD19 CD45

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KIT DE COMPENSACIÓN ClearLLab

Láser azul

Láser rojo

Láser violeta

APC- A750 PB KRO

Ref.

FITC

PE

ECD PC5.5

PC7

APC APC- A700

B74074

CD4

CD4

CD3

CD4

CD4

CD4

CD4

CD4

CD4

CD8

El reactivo anterior se proporciona en un formato estandarizado para ser utilizado con reactivos para la preparación de muestras y la configuración del citómetro, junto con un software para adquisición y análisis de datos. Los paneles ClearLLab 10C cumplen con las recomendaciones de estandarización tal como se describen en las directrices de Bethesda 2 . Información adicional sobre los paneles ClearLLab 10C disponible en beckman.com/ClearLLab . SELECCIÓN E INTERPRETACIÓN DE CASOS Los datos presentados en este registro de casos se han generado siguiendo el procedimiento detallado en las ClearLLab 10C Panel Instructions For Use (IFU) (Instrucciones de uso del panel ClearLLab 10C) disponibles en beckman.com . Los casos representativos se seleccionaron a partir de los datos de ensayos clínicos y fueron revisados, anotados e interpretados por:

Brent Wood MD PhD Profesor, Laboratorio de Medicina y Patología. Jefe de División, Hematopatología Director, Laboratorio de Hematopatología y Patología de SCCA Director Médico, SCCA Laboratories Universidad de Washington, Seattle, WA, EE. UU.

Xueyan Chen, MD, PhD Profesora adjunta, Medicina de laboratorio Directora asociada, Laboratorio de Hematopatología Universidad de Washington, Seattle, WA

Yi Zhou, MD PhD Profesor adjunto

Departamento de Medicina de laboratorio Universidad de Washington, Seattle, WA

Protocolos de análisis: Descargue el protocolo de análisis de ClearLLab 10C. Análisis: Descargue los archivos de análisis específicos de caso de Kaluza C.

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REFERENCIAS 1. Flow Cytometric Immunophenotyping for Hematologic Neoplasms. F.E. Craig, K.A. Foon. Blood. 2008, 111, 3941-3967. 2. Swerdlow SH, Campo E, Harris NL, Jaffe EA, Pileri SA, Stain H, Thiele J, & Vardiman JW (eds) (2008) WHO Classification of Tumors of Haematopoietic and Lymphoid Tissues. IARC Press: Lyon 3. The 2016 revision of the World Health Organization classification of lymphoid neoplasms. Swerdlow SH, et al. Blood. 2016;127:2375-90. 4. The 2016 revision of the World Health Organization classification of myeloid neoplasms and acute leukemia. Arber DA, et al. Blood 2016 127:2391-2405. 5. 2006 Bethesda International Consensus recommendations on the immunophenotypic analysis of hematolymphoid neoplasia by flow cytometry: optimal reagents and reporting for the flow cytometric diagnosis of hematopoietic neoplasia. Wood BL, Arroz M, Barnett D, DiGiuseppe J, Greig B, Kussick SJ, Oldaker T, Shenkin M, Stone E, Wallace P. Cytometry B Clin Cytom. 2007;72 Suppl 1:S14-22 6. 2006 Bethesda International Consensus recommendations on the flow cytometric immunophenotypic analysis of hematolymphoid neoplasia: medical indications. Davis BH, Holden JT, Bene MC, Borowitz MJ, Braylan RC, Cornfield D, Gorczyca W, Lee R, Maiese R, Orfao A, Wells D, Wood BL, Stetler-Stevenson M. Cytometry B Clin Cytom. 2007;72 Suppl 1:S5-13 7. 2006 Bethesda International Consensus Conference on Flow Cytometric Immunophenotyping of Hematolymphoid Neoplasia. Stetler-Stevenson M, Davis B, Wood B, Braylan R. Cytometry B Clin Cytom. 2007;72 Suppl 1:S3 8. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS - part III - analytical issues. Tanqri S, Vall H, Kaplan D, Hoffman B, Purvis N, Porwit A, Hunsberger B, Shankey TV; ICSH/ICCS Working Group. Cytometry B Clin Cytom. 2013 Sep-Oct;84(5):291-308. doi: 10.1002/cyto.b.21106 9. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS - part IV - postanalytic considerations. Barnett D, Louzao R, Gambell P, De J, Oldaker T, Hanson CA; ICSH/ICCS Working Group. Cytometry B Clin Cytom. 2013 Sep-Oct;84(5):309-14. doi: 10.1002/cyto.b.21107 10. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS - part V - assay performance criteria. Wood B, Jevremovic D, Béné MC, Yan M, Jacobs P, Litwin V; ICSH/ICCS Working Group. Cytometry B Clin Cytom. 2013 Sep-Oct;84(5):315-23. doi: 10.1002/cyto.b.2110 • ClearLLab Control Cells Instructions For use (Instrucciones de uso de las células de control ClearLLab), ref. B99884 • ClearLLab Control Cells QC Analysis Protocols Download Addendum (Apéndice de descarga de los protocolos de análisis del CC de las células de control ClearLLab), ref. C33261AA DOCUMENTOS RELACIONADOS • ClearLLab 10C Application System Guide (Guía del sistema de la aplicación ClearLLab 10C), ref. C28519AA • Kaluza C Flow Cytometry Software Instructions for Use (Instrucciones de uso del software de citometría de flujo Kaluza C), ref. C20156 • Navios Flow Cytometer Instructions For Use (Instrucciones de uso del citómetro de flujo Navios), ref. 774533AG • Navios EX Flow Cytometer Instructions For Use (Instrucciones de uso del citómetro de flujo Navios EX), ref. B77112AC • ClearLLab 10C Panels Instructions For Use (Instrucciones de uso del panel ClearLLab 10C), ref. C00197 • ClearLLab Compensation Beads Instructions For Use (Instrucciones de uso de las esferas de compensación ClearLLab), ref. C00201 • ClearLLab Compensation Kit Instructions For Use (Instrucciones de uso del kit de compensación ClearLLab), ref. B74074

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CASOS

Se aplica la siguiente selección de precedencia de color a los casos:

Linfocitos (Ventana de selección Ly)/ células NK: rojo Linfocitos B positivos en CD19: anaranjado Linfocitos T positivos en CD3: aguamarina

Monocitos (Ventana de selección Mo): verde Granulocitos (Ventana de selección Gr): azul

CD45dim: violeta Poblaciones atípicas adicionales: verde azulado Población negativa en CD45: gris

NINGUNA ANOMALÍA INMUNOFENOTÍPICA La citometría de flujo es un método para caracterizar las poblaciones de leucocitos. Puede ayudar en el diagnóstico diferencial de pacientes con valores hematológicos anómalos o en pacientes en los que se sospecha la existencia de una neoplasia hematopoyética que incluye: leucemia crónica, leucemia aguda, linfoma no hodgkiniano, mieloma, síndrome mielodisplásico (SMD) y/o neoplasias mieloproliferativas (NMP). Es fundamental para la identificación de poblaciones atípicas en estas situaciones clínicas la familiaridad con las poblaciones celulares normales presentes en muestras de tejido de sangre completa, médula ósea y ganglios linfáticos. Los siguientes son ejemplos de muestras normales teñidas con paneles ClearLLab 10C.

SANGRE COMPLETA PERIFÉRICA Caso n.º 1: Sangre completa normal

Viñeta clínica Este varón de 65 años presenta trombocitopenia. Una muestra de sangre completa periférica se envía para el inmunofenotipado mediante citometría de flujo utilizando paneles ClearLLab 10C. Inmunofenotipado mediante citometría de flujo

Tubo para linfocitos B

Figura 1: Este trazado de puntos Time (Tiempo) frente a CD45 no está seleccionado y muestra todos los eventos recopilados secuencialmente. Este trazado está destinado a evaluar la perturbación del fluido durante la adquisición de la muestra. Un patrón uniforme de eventos a lo largo del tiempo representa una adquisición estable. Los eventos que se desvían del patrón estable se pueden excluir en la ventana de selección Time (Tiempo).

Figura 2: Este trazado de puntos FS INT frente a FS PEAK muestra eventos en la ventana de selección Time (Tiempo). Este trazado está destinado a excluir los agregados o dobletes celulares. Los eventos de Singlets (Singuletes) muestran una relación lineal para INT (Intermedio) frente a PEAK (Pico) y se incluyen en la ventana de selección Singlets (Singuletes), mientras que los dobletes quedan fuera de la relación lineal.

Tabla de contenidos > Ninguna anomalía inmunofenotípica > Caso n.º 1: Sangre completa normal

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Tubo para linfocitos B

Figura 3: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a dispersión frontal muestra eventos en la ventana de selección Singlets (Singuletes). Este trazado está destinado a excluir los desechos celulares, que suelen tener una dispersión frontal disminuida. Las células apoptóticas tempranas también presentan una dispersión lateral aumentada ligeramente, mientras que las células apoptóticas y necróticas tardías tienen una dispersión lateral disminuida de forma variable. Las células viables se incluyen en la ventana de selección Cells (Células).

Figura 4: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD45 muestra los eventos en la ventana de selección Cells (Células). Este trazado está destinado a resaltar varias subpoblaciones de glóbulos blancos que se seleccionan como positivas en CD45. La población negativa en CD45 suele incluir glóbulos rojos, agregados de plaquetas, desechos de tejido o células no hematopoyéticas.

Figura 5: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD45 muestra los eventos en la ventana de selección CD45+ (CD45+). Este trazado de puntos permite distinguir varias poblaciones de leucocitos que generalmente se encuentran en sangre periférica, médula ósea y muestras del ganglio linfático, incluidos linfocitos (ventana de selección Ly, rojo/anaranjado), monocitos (ventana de selección Mo, verde) y granulocitos (ventana de selección Gr, azul). La ventana de selección de CD45dim (CD45dim) (violeta) abarca el área que generalmente ocupan los progenitores tempranos; es decir mieloblastos y linfocitos B inmaduros. También pueden aparecer en esta área basófilos, células dendríticas plasmacitoides, células plasmáticas y células NK. Al aplicar diferentes colores a los eventos comprendidos por cada ventana de selección, pueden identificarse las diversas poblaciones a lo largo del análisis.

Figura 6: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD19 muestra los eventos en la ventana de selección Cells (Células). La ventana de selección CD19+ (CD19+) identifica células positivas en CD19. El CD19 se expresa en linfocitos B maduros e inmaduros y en la mayoría de las células plasmáticas. Esas células generalmente tienen una dispersión lateral de baja a moderada.

Tabla de contenidos > Ninguna anomalía inmunofenotípica > Caso n.º 1: Sangre completa normal

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Tubo para linfocitos B

Figura 7: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a kappa muestra todas las células viables. La cadena ligera kappa superficial se expresa en linfocitos B maduros (anaranjado) y en linfocitos B inmaduros de etapa posterior. La proporción de linfocitos B positivos en kappa normalmente es superior a la de linfocitos B negativos en kappa (positivos en lambda). La positividad aparente en kappa se observa en monocitos (verde) debido a la unión de inmunoglobulina mediada por el receptor de Fc. Las células positivas de la cadena ligera kappa se muestran en el lado derecho de la gráfica.

Figura 8: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a lambda muestra todas las células viables. La cadena ligera lambda superficial se expresa en linfocitos B maduros (anaranjado) y en linfocitos B inmaduros de etapa posterior. La proporción de linfocitos B positivos en lambda normalmente es inferior a la de linfocitos B negativos en lambda (positivos en kappa). La positividad aparente en lambda se observa en monocitos (verde) debido a la unión de inmunoglobulina mediada por el receptor de Fc. Las células positivas de la cadena ligera lambda se muestran en el lado derecho de la gráfica.

Figura 9: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD10 muestra todas las células viables. El CD10 se expresa en linfocitos B inmaduros, linfocitos B maduros del centro germinal y granulocitos maduros (azul). Los granulocitos tienen una alta dispersión lateral en contraste con las células linfoides, que tienen baja dispersión lateral.

Figura 10: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD5 muestra todas las células viables. El CD5 se expresa en linfocitos T inmaduros y maduros (rojo, parte inferior derecha) y levemente en una subpoblación de linfocitos B maduros (anaranjado). Esas células linfoides generalmente tienen una baja dispersión lateral.

Tabla de contenidos > Ninguna anomalía inmunofenotípica > Caso n.º 1: Sangre completa normal

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Tubo para linfocitos B

Figura 11: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD200 muestra todas las células viables. El CD200 típicamente se expresa en linfocitos B, pero es negativo en algunos linfocitos B neoplásicos. Es especialmente útil para distinguir el linfoma de células del manto (generalmente negativo en CD200) de la leucemia linfocítica crónica o del linfoma linfocítico pequeño (por lo general, positivo en CD200).

Figura 12: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD34 muestra todas las células viables. CD34 es un marcador de progenitores hematopoyéticos tempranos. Se expresa en células madre hematopoyéticas, progenitores mieloides tempranos (mieloblastos) y linfocitos B y T inmaduros (linfoblastos). Los granulocitos maduros, los monocitos y los linfocitos son negativos en CD34. Los progenitores positivos en CD34 normalmente representan menos del 0,01 % de los glóbulos blancos de la sangre periférica.

Figura 13: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD38 muestra todas las células viables. CD38 es un marcador de activación. Se expresa en el nivel más alto en las células plasmáticas, en un nivel moderado en los progenitores mieloides y linfoides inmaduros, en un nivel bajo en monocitos (verde) y en un nivel variable en linfocitos maduros activados.

Figura 14: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD20 muestra todas las células viables. El CD20 se expresa en linfocitos B maduros (anaranjado) y en un nivel variablemente bajo en una subpoblación de linfocitos T maduros. Se expresa variablemente en linfocitos B inmaduros de etapa posterior. Las células positivas en CD20 generalmente están en la ventana lymphocyte (linfocitos) con baja dispersión lateral.

Tabla de contenidos > Ninguna anomalía inmunofenotípica > Caso n.º 1: Sangre completa normal

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Tubo para linfocitos B

Figura 16. Este trazado de puntos de CD19 frente a CD20 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). Los linfocitos B maduros expresan tanto CD19 como CD20 (anaranjado). Algunos linfocitos B neoplásicos pueden mostrar una expresión disminuida de CD19 o CD20.

Figura 15. Este trazado de puntos de kappa frente a lambda muestra todas las células CD19+. Los linfocitos B inmaduros tempranos (violeta) no expresan cadenas ligeras de inmunoglobulina superficial; es decir, presentan resultados negativos para la cadena ligera kappa o lambda. Los linfocitos B maduros son policlonales y expresan una cadena ligera kappa o lambda. La relación normal de kappa a lambda es de 1,4 con un rango entre 1 y 2. Es habitual el aumento de los antecedentes debido a la inmunoglobulina plasmática adherente.

Figura 18. Este trazado de puntos de CD38 frente a CD10 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). El CD38 se expresa en el nivel más alto en las células plasmáticas, en un nivel moderado en los linfocitos B inmaduros y en un nivel bajo en los linfocitos B del centro germinal. La mayoría de los linfocitos B maduros (anaranjado) muestra una expresión de CD38 de baja a nula. Los linfocitos T (rojo) muestran la expresión de CD38 variable en función del estado de activación.

Figura 17. Este trazado de puntos de CD19 frente a CD10 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). Los linfocitos B son positivos en CD19 (anaranjado). Los linfocitos B maduros positivos en CD10 se distribuyen en los centros germinales de los ganglios linfáticos y hay una pequeña subpoblación de linfocitos B inmaduros de etapa posterior en las aspiraciones de médula ósea y sangre periférica.

Tabla de contenidos > Ninguna anomalía inmunofenotípica > Caso n.º 1: Sangre completa normal

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Tubo para linfocitos B

Figura 19. Este trazado de puntos de CD20 frente a CD10 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). La mayoría de los linfocitos B maduros expresa de manera uniforme un alto nivel de CD20 sin CD10.

Figura 20. Este trazado de puntos de CD19 frente a CD5 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). El CD5 se expresa en linfocitos T (rojo, parte superior izquierda), se expresa de forma variable en un nivel bajo en una subpoblación de linfocitos B maduros normales (anaranjado) y se expresa en algunos subtipos de linfocitos B neoplásicos.

Figura 22. Este trazado de puntos de CD5 frente a CD200 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). La mayoría de los linfocitos B maduros normalmente expresa CD200 con una subpoblación que expresa CD5 de forma variable. Los linfocitos B neoplásicos en la leucemia linfocítica crónica o en el linfoma linfocítico pequeño normalmente expresan CD5 y CD200, mientras que el linfoma de células del manto generalmente expresa CD5 pero no CD200.

Figura 21. Este trazado de puntos de CD20 frente a CD200 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). La mayoría de los linfocitos B maduros (anaranjado) expresa CD200 en un nivel de bajo a moderado.

Tabla de contenidos > Ninguna anomalía inmunofenotípica > Caso n.º 1: Sangre completa normal

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Tubo para linfocitos T

Figura 1: Este trazado de puntos Time (Tiempo) frente a CD45 no está seleccionado y muestra todos los eventos recopilados secuencialmente. Este trazado está destinado a evaluar la perturbación del fluido durante la adquisición de la muestra. Un patrón uniforme de eventos a lo largo del tiempo representa una adquisición estable. Los eventos que se desvían del patrón estable se pueden excluir en la ventana de selección Time (Tiempo).

Figura 2: Este trazado de puntos FS INT frente a FS PEAK muestra eventos en la ventana de selección Time (Tiempo). Este trazado está destinado a excluir los agregados o dobletes celulares. Los eventos de Singlets (Singuletes) muestran una relación lineal para INT (Intermedio) frente a PEAK (Pico) y se incluyen en la ventana de selección Singlets (Singuletes), mientras que los dobletes quedan fuera de la relación lineal.

Figura 3: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a dispersión frontal muestra eventos en la ventana de selección Singlets (Singuletes). Este trazado está destinado a excluir los desechos celulares, que suelen tener una dispersión frontal disminuida con una dispersión lateral aumentada. Las células apoptóticas tempranas también presentan una dispersión lateral aumentada ligeramente, mientras que las células apoptóticas y necróticas tardías tienen una dispersión lateral disminuida de forma variable. Las células viables se incluyen en la ventana de selección Cells (Células).

Figura 4: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD45 muestra los eventos en la ventana de selección Cells (Células). Este trazado está destinado a resaltar varios tipos de glóbulos blancos que son positivos en CD45. La población negativa en CD45 suele incluir glóbulos rojos, agregados de plaquetas o células no hematopoyéticas.

Tabla de contenidos > Ninguna anomalía inmunofenotípica > Caso n.º 1: Sangre completa normal

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Tubo para linfocitos T

Figura 5: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD45 muestra los eventos en la ventana de selección CD45+ (CD45+). Este trazado de puntos permite distinguir varias poblaciones de leucocitos que generalmente se encuentran en sangre periférica, médula ósea y muestras del ganglio linfático, incluidos linfocitos (ventana de selección Ly, rojo/aguamarina), monocitos (ventana de selección Mo, verde) y granulocitos (ventana de selección Gr, azul). La ventana de selección de CD45dim (CD45dim) (violeta) abarca el área que generalmente ocupan los mieloblastos y los linfocitos B inmaduros. También pueden aparecer en esta área basófilos, células dendríticas plasmacitoides, células plasmáticas y células NK. Al aplicar diferentes colores a los eventos comprendidos por cada ventana de selección, pueden seguirse las diversas poblaciones a lo largo del análisis.

Figura 6: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD3 muestra todas las células viables. La ventana de selección CD3+ (CD3+) identifica las células con expresión CD3 superficial (aguamarina). El CD3 es altamente específico de los linfocitos T, y se expresa solo en la superficie de los linfocitos T maduros y en linfocitos T inmaduros de etapa posterior. Esas células generalmente tienen una dispersión lateral de baja a moderada.

Figura 8: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD4 muestra todas las células viables. El CD4 se expresa en una subpoblación de linfocitos T maduros e inmaduros en un nivel alto (aguamarina). El CD4 también se expresa en células monocíticas (verde) a un nivel inferior que el de los linfocitos T positivos en CD4.

Figura 7: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a TCR γδ muestra todas las células viables. El TCR γδ es una subunidad del receptor de linfocitos T y se expresa en una pequeña subpoblación de linfocitos T citotóxicos. Esas células generalmente tienen una baja dispersión lateral (aguamarina).

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Tubo para linfocitos T

Figura 10: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD56 muestra todas las células viables. El CD56 se expresa normalmente en una subpoblación importante de células NK (rojo), linfocitos T con actividad citotóxica natural (células NK/T) y muchos linfocitos T gamma/delta (aguamarina). El CD56 también se expresa parcialmente en células monocíticas (verde) en condiciones tanto reactivas como neoplásicas.

Figura 9: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD2 muestra todas las células viables. CD2 es un antígeno expresado por casi todos los linfocitos T inmaduros y maduros (aguamarina). El CD2 también se expresa en células NK (rojo, parte inferior derecha) y con un nivel bajo en monocitos (verde).

Figura 12: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD34 muestra todas las células viables. CD34 es un marcador de progenitores hematopoyéticos tempranos. Se expresa en células madre hematopoyéticas, progenitores mieloides tempranos (mieloblastos) y linfocitos B y T inmaduros (linfoblastos). Los granulocitos maduros, los monocitos y los linfocitos son negativos en CD34. Los progenitores positivos en CD34 normalmente representan menos del 0,01 % de los glóbulos blancos de la sangre periférica.

Figura 11: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD5 muestra todas las células viables. El CD5 se expresa en la mayoría de linfocitos T inmaduros y maduros (aguamarina) y en un nivel bajo en una subpoblación de linfocitos B maduros. Los linfocitos T gamma/delta y los linfocitos T inmaduros muy tempranos tienen poca o ninguna expresión de CD5. Una pequeña subpoblación de células NK expresa CD5.

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Tubo para linfocitos T

Figura 13: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD7 muestra todas las células viables. El CD7 se expresa en linfocitos T inmaduros en la etapa más temprana del desarrollo de linfocitos T y persiste a lo largo de la maduración de los linfocitos T para expresarse de forma variable en linfocitos T maduros (aguamarina). Además, se expresa de manera uniforme en células NK (rojo, parte inferior derecha) y levemente en una subpoblación de células dendríticas plasmacitoides y en una subpoblación de progenitores comprometidos con el linaje positivos en CD34.

Figura 14: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD8 muestra todas las células viables. El CD8 se expresa en una subpoblación de linfocitos T maduros e inmaduros (aguamarina) y define la población de linfocitos T maduros citotóxicos. Se expresa de forma variable en un nivel bajo de células NK y linfocitos T gamma-delta.

Figura 15. Este trazado de puntos de CD3 frente a CD56muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). Los linfocitos T se definen por la expresión de CD3, dado que se encuentra presente en todos los linfocitos T maduros y no se expresa en las células de otros linajes. Por definición, las células NK no expresan CD3 superficial, pero expresan CD56 en una subpoblación importante (rojo, parte superior izquierda). Pequeñas subpoblaciones de linfocitos T maduros también expresan CD56, en particular los linfocitos T con actividad citotóxica natural (células NK/T) y los linfocitos T gamma-delta.

Figura 16. Este trazado de puntos de CD5 frente a CD3 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). El CD3 y el CD5 se expresan conjuntamente en la mayoría de los linfocitos T maduros (aguamarina), aunque una pequeña subpoblación de linfocitos T citotóxicos con una gran morfología de linfocitos granulares a menudo muestra una expresión de CD5 de reducida a nula. El CD5 no se expresa en la mayoría de las células NK.

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Tubo para linfocitos T

Figura 18. Este trazado de puntos de CD8 frente a CD4 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). Los linfocitos T positivos en CD3 (aguamarina) contienen subpoblaciones positivas en CD4 (cooperador) y CD8 (citotóxico). Los linfocitos T positivos en CD4 generalmente superan a los linfocitos T positivos en CD8 con una relación CD4:CD8 de 1:1 a 4:1 en sangre periférica. Ocasionalmente, están presentes linfocitos T negativos dobles o positivos dobles en CD4 y CD8. Los linfocitos T negativos dobles por lo general consisten principalmente en linfocitos T gamma/delta. Debe tenerse en cuenta que las células positivas en CD4 pero negativas en CD3 (rojo, parte central izquierda) son monocitos incluidos en la ventana lymphocyte (linfocitos). Demuestra que solo la selección de dispersión lateral frente a CD45 no permite la identificación de linfocitos puros.

Figura 17. Este trazado de puntos de CD7 frente a CD2 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). El CD2 y el CD7 se expresan conjuntamente en la gran mayoría de los linfocitos T maduros (aguamarina) y de las células NK (rojo, parte superior derecha).

Figura 19. Este trazado de puntos de CD3 frente a CD4 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). Todos los linfocitos T positivos en CD4 expresan CD3. Los monocitos y las células dendríticas plasmacitoides expresan CD4 en un nivel inferior al de los linfocitos T positivos en CD4 y no tienen expresión de CD3. Las células NK carecen de expresión tanto de CD3 como de CD4.

Figura 20. Este trazado de puntos de CD3 frente a CD8 muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). Todos los linfocitos T positivos en CD8 expresan CD3 (aguamarina). Una pequeña subpoblación de células NK también expresa CD8 (rojo, parte superior izquierda) sin CD3.

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Tubo para linfocitos T

Figura 21. Este trazado de puntos de CD3 frente a TCR γδ muestra todas las células de la ventana lymphocyte (linfocitos) (Ly). Una pequeña subpoblación de linfocitos T expresa TCR gamma/delta, que se expresa conjuntamente con CD3. La relación altamente lineal entre CD3 y TCR se debe a su presencia como complejo heterodimérico que tiene una proporción 1:1 fija, por lo que el aumento de la expresión de uno muestra un aumento en la expresión del otro.

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Tubo para mieloide M1

Figura 1: Este trazado de puntos Time (Tiempo) frente a CD45 no está seleccionado y muestra todos los eventos recopilados secuencialmente. Este trazado está destinado a evaluar la perturbación del fluido durante la adquisición de la muestra. Un patrón uniforme de eventos a lo largo del tiempo representa una adquisición estable. Los eventos que se desvían del patrón estable se pueden excluir en la ventana de selección Time (Tiempo).

Figura 2: Este trazado de puntos FS INT frente a FS PEAK muestra eventos en la ventana de selección Time (Tiempo). Este trazado está destinado a excluir los agregados o dobletes celulares. Los eventos de Singlets (Singuletes) muestran una relación lineal para INT (Intermedio) frente a PEAK (Pico) y se incluyen en la ventana de selección Singlets (Singuletes), mientras que los dobletes quedan fuera de la relación lineal.

Figura 4: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD45 muestra los eventos en la ventana de selección Cells (Células). Este trazado está destinado a resaltar varias subpoblaciones de glóbulos blancos que se seleccionan como positivas en CD45 La población negativa en CD45 suele incluir glóbulos rojos, agregados de plaquetas, desechos de tejido o células no hematopoyéticas.

Figura 3: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a dispersión frontal muestra eventos en la ventana de selección Singlets (Singuletes). Este trazado está destinado a excluir los desechos celulares, que suelen tener una dispersión frontal disminuida con una dispersión lateral aumentada. Las células apoptóticas tempranas también presentan una dispersión lateral aumentada ligeramente, mientras que las células apoptóticas y necróticas tardías tienen una dispersión lateral disminuida de forma variable. Las células viables se incluyen en la ventana de selección Cells (Células).

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Tubo para mieloide M1

Figura 5: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD45 muestra los eventos en la ventana de selección CD45+ (CD45+). Este trazado de puntos permite distinguir varias poblaciones de leucocitos que generalmente se encuentran en sangre periférica, médula ósea y muestras del ganglio linfático, incluidos linfocitos (ventana de selección Ly, rojo), monocitos (ventana de selección Mo, verde) y granulocitos (ventana de selección Gr, azul). La ventana de selección de CD45dim (CD45dim) (violeta) abarca el área que generalmente ocupan los mieloblastos y los linfocitos B inmaduros. También pueden aparecer en esta área basófilos, células dendríticas plasmacitoides, células plasmáticas y células NK. Al aplicar diferentes colores a los eventos comprendidos por cada ventana de selección, pueden seguirse las diversas poblaciones a lo largo del análisis.

Figura 6: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD16 muestra todas las células viables. El CD16 se expresa en su nivel más alto en granulocitos maduros (azul). La mayoría de las células NK expresa CD16 (rojo, parte inferior derecha), igual que una subpoblación de monocitos activados (verde).

Figura 8: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD10 muestra todas las células viables. El CD10 se expresa en linfocitos B inmaduros, linfocitos B maduros del centro germinal y granulocitos maduros (azul). Los granulocitos tienen una alta dispersión lateral en contraste con las células linfoides, que tienen baja dispersión lateral.

Figura 7: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD7 muestra todas las células viables. El CD7 se expresa en linfocitos T inmaduros en la etapa más temprana del desarrollo de linfocitos T y persiste a lo largo de la maduración de los linfocitos T para expresarse de forma variable en linfocitos T maduros (rojo, parte inferior derecha). Además, se expresa en células NK y levemente en una subpoblación de células dendríticas plasmacitoides y en una subpoblación de progenitores comprometidos con el linaje.

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Tubo para mieloide M1

Figura 9: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD13 muestra todas las células viables. El CD13 se expresa en granulocitos en etapa de maduración (azul), en monocitos maduros (verde) y en progenitores mieloides (violeta).

Figura 10: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD64 muestra todas las células viables. El CD64 se expresa en su nivel más alto en monocitos maduros (verde). El CD64 no se expresa bien en granulocitos maduros en reposo (azul), pero aumenta su expresión con la activación de granulocitos. El CD64 no se expresa en linfocitos (rojo) o en la mayoría de los progenitores positivos en CD34. Los monocitos maduros activados expresan CD64 en un nivel inferior y tienen una dispersión lateral inferior.

Figura 11: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD34 muestra todas las células viables. CD34 es un marcador de progenitores hematopoyéticos tempranos. Se expresa en células madre hematopoyéticas, progenitores mieloides tempranos (mieloblastos) y linfocitos B y T inmaduros (linfoblastos). Los granulocitos maduros, los monocitos y los linfocitos son negativos en CD34. Los progenitores positivos en CD34 normalmente representan menos del 0,01 % de los glóbulos blancos de la sangre periférica.

Figura 12: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD14 muestra todas las células viables. El CD14 se expresa en un nivel alto en monocitos maduros (verde) y en un nivel inferior en granulocitos maduros (azul). Los monocitos maduros activados expresan CD14 en un nivel inferior y tienen una dispersión lateral inferior.

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Tubo para mieloide M1

Figura 13: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a HLA-DR muestra todas las células viables. El HLA-DR se expresa en antígenos que presentan células, incluidos monocitos (verde) y células dendríticas plasmacitoides. Además, se expresa en progenitores positivos en CD34, en linfocitos B maduros e inmaduros y en linfocitos T activados.

Figura 14: Este trazado de puntos de dispersión lateral frente a CD11b muestra todas las células viables. El CD11b se expresa en granulocitos (azul) y en monocitos (verde). El CD11b también se expresa en células NK y basófilos.

Figura 16. Este trazado de puntos de CD16 frente a CD13 muestra todas las células viables. El CD13 se expresa en granulocitos (azul), monocitos (verde), basófilos y en progenitores positivos en CD34. El CD16 se expresa en granulocitos en etapa de maduración (azul) y en una subpoblación de células NK (rojo, parte inferior derecha).

Figura 15. Este trazado de puntos de CD11b frente a CD16 muestra todas las células viables. El CD11b se expresa en monocitos (verde), granulocitos maduros e inmaduros (azul) y células NK (rojo). El CD16 se expresa en granulocitos inmaduros y maduros (azul) y en una subpoblación de células NK (rojo, parte superior derecha). Los monocitos maduros activados expresan CD16 en un nivel variable y son positivos en CD11b.

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Tubo para mieloide M1

Figura 17. Este trazado de puntos de CD13 frente a CD34 muestra todas las células viables. El CD13 se expresa en granulocitos (azul), monocitos (verde), basófilos y en progenitores positivos en CD34. El CD34 se expresa en progenitores hematopoyéticos tempranos. Los granulocitos maduros, los monocitos y los linfocitos son negativos en CD34.

Figura 18. Este trazado de puntos de CD14 frente a CD64 muestra todas las células viables. El CD64 se expresa en un nivel alto en monocitos (verde) y en un nivel inferior en granulocitos (azul). El CD14 se expresa en un nivel alto en monocitos y en un nivel inferior en granulocitos (azul). Los monocitos maduros activados expresan CD14 y CD64 en un nivel variablemente inferior.

Figura 20. Este trazado de puntos de HLA-DR frente a CD10 muestra todas las células viables. El HLA-DR se expresa en monocitos (verde), linfocitos B, células dendríticas plasmacitoides y progenitores positivos en CD34. El CD10 se expresa en granulocitos maduros (azul).

Figura 19. Este trazado de puntos de CD14 frente a CD16 muestra todas las células viables. El CD14 se expresa en un nivel alto en monocitos (verde) y en un nivel inferior en granulocitos (azul, parte superior izquierda). El CD16 se expresa en granulocitos y en una subpoblación de células NK (rojo, parte central izquierda). Los monocitos maduros activados expresan CD14 y CD16 en un nivel variablemente inferior.

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