ClearLLab 10C - Deutsche Version

CE-ANTIKÖRPERKOMBINATIONEN FÜR DIE ANALYSE VON LEUKÄMIEN/LYMPHOMEN* C LEAR LL AB 10C - T ESTSERIEN

FALLBUCH

Jedes Ereignis zählt * Nur Non-Hodgkin-Lymphom

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Beckman Coulter • ClearLLab 10C-Testserien • C33352 AB

INHALTSVERZEICHNIS

EINFÜHRUNG.....................................................................................3 HINTERGRUND..................................................................................3 KONSENSEMPFEHLUNGEN FÜR DIE IMMUNOPHÄNOTYPISIERUNG..................................................... 4 VORGESEHENE VERWENDUNG DER CLEARLLAB 10C-TESTSERIEN...................................................... 4 CLEARLLAB 10C-TESTSERIEN...................................................... 4 CLEARLLAB-KOMPENSATIONSKIT............................................. 5 AUSWAHL UND INTERPRETATION VON FÄLLEN.................... 5 ZUGEHÖRIGE DOKUMENTE.......................................................... 6 LITERATURHINWEISE..................................................................... 6 FÄLLE...................................................................................................7 KEINE IMMUNOPHÄNOTYPISCHE ABNORMALITÄT................7 PERIPHERES VOLLBLUT.............................................................. 7 Fall-Nr. 1: Normales Vollblut................................................... 7 KNOCHENMARK...........................................................................32 Fall-Nr. 2: Normales Knochenmark...................................32 LYMPHKNOTEN.............................................................................56 Fall-Nr. 3: Normaler Lymphknoten....................................56 NEOPLASTISCHE VERÄNDERUNG DES B-ZELLURSPRUNGS.............................................................80 B-LYMPHOBLASTISCHE LEUKÄMIE/ LYMPHOBLASTISCHES LYMPHOM....................................... 80 Fall-Nr. 4: B-akute lymphoblastische Leukämie/ lymphoblastisches Lymphom............................................ 80 B-LYMPHOBLASTISCHE LEUKÄMIE/ LYMPHOBLASTISCHES LYMPHOM......................................105 Fall-Nr. 5: B-akute lymphoblastische Leukämie/ lymphoblastisches Lymphom...........................................105 CHRONISCH LYMPHATISCHE LEUKÄMIE/KLEINES LYMPHOZYTISCHES LYMPHOM............................................130 Fall-Nr. 6: Chronisch lymphatische Leukämie/ kleines lymphozytisches Lymphom...............................130 CHRONISCH LYMPHATISCHE LEUKÄMIE/KLEINES LYMPHOZYTISCHES LYMPHOM............................................ 154 Fall-Nr. 7: Chronisch lymphatische Leukämie/ kleines lymphozytisches Lymphom...............................154 MANTELZELL-LYMPHOM........................................................ 178 Fall-Nr. 8: Mantelzell-Lymphom....................................... 178 PLASMAZELL-MYELOM.......................................................... 202 Fall-Nr. 9: Plasmazell-Myelom..........................................202 FOLLIKULÄRES LYMPHOM.................................................... 226 Fall-Nr. 10: Follikuläres Lymphom...................................226

B-ZELL-LYMPHOM MIT URSPRUNG IN DEN KEIMDRÜSEN...............................................................250 Fall-Nr. 11: B-Zell-Lymphom mit Ursprung in den Keimdrüsen.................................................................250 REIFES B-ZELL-LYMPHOM......................................................274 Fall-Nr. 12: Reifes B-Zell-Lymphom................................ 274 REIFES B-ZELL-LYMPHOM..................................................... 298 Fall-Nr. 13: Reifes B-Zell-Lymphom................................298 NEOPLASTISCHE VERÄNDERUNG DES T-ZELLURSPRUNGS............................................................322 T-LYMPHOBLASTISCHE LEUKÄMIE/ LYMPHOBLASTISCHES LYMPHOM......................................322 Fall-Nr. 14: T-lymphoblastische Leukämie/ T-lymphoblastisches Lymphom...................................... 322 T-LYMPHOBLASTISCHE LEUKÄMIE/ LYMPHOBLASTISCHES LYMPHOM.....................................346 Fall-Nr. 15: T-lymphoblastische Leukämie/ T-lymphoblastisches Lymphom......................................346 T-ZELL-LYMPHOM MIT GROSSEN GRANULÄREN LYMPHOZYTEN........................................................................... 370 Fall-Nr. 16: T-Zell-lymphoproliferative Störung........370 T-ZELL-LYMPHOM MIT GROSSEN GRANULÄREN LYMPHOZYTEN...........................................................................394 Fall-Nr. 17: T-Zell-lymphoproliferative Störung........394 NEOPLASTISCHE VERÄNDERUNG DES MYELOISCHEN URSPRUNGS.............................................418 AKUTE MYELOISCHE LEUKÄMIE......................................... 418 Fall-Nr. 18: Akute myeloische Leukämie.......................418 AKUTE MYELOISCHE LEUKÄMIE........................................442 Fall-Nr. 19: Akute monozytische Leukämie................442 AKUTE MYELOISCHE LEUKÄMIE........................................466 Fall-Nr. 20: Akute myeloische Leukämie – nicht anders spezifiziert (NOS).......................................466 AKUTE MYELOISCHE LEUKÄMIE........................................490 Fall-Nr. 21: Akute promyelozytäre Leukämie............ 490 AKUTE MYELOISCHE LEUKÄMIE......................................... 514 Fall-Nr. 22: Akute monozytische Leukämie................514 MYELODYSPLASTISCHES SYNDROM................................ 538 Fall-Nr. 23: Myelodysplastisches Syndrom................538 MYELODYSPLASTISCHES SYNDROM................................ 562 Fall-Nr. 24: Myelodysplastisches Syndrom................562

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EINFÜHRUNG Dieses Fallbuch dient der Unterstützung der Analyse durchflusszytometrischer Immunophänotypisierungsdaten, die mit dem CE-IVD-gekennzeichneten Reagenz der ClearLLab 10C-Testserien für die Analyse von Leukämien und Lymphomen von Beckman Coulter auf den Navios- und Navios EX-Durchflusszytometern von Beckman Coulter erzeugt wurden. Es enthält Beispielfälle mit charakteristischen Befunden, die typisch für eine Reihe von lymphoiden und myeloischen Neoplasien sind, ebenso wie Fälle von Patienten mit klinischen und/oder laboratorischen Befunden, die auf eine zugrunde liegende neoplastische Veränderung hinweisen, in denen aber keine immunophänotypische Abnormalität festgestellt wird. Das Probenmaterial umfasst peripheres Vollblut, Knochenmark und Lymphknoten. Jeder Fall enthält einen Fallbericht, in dem die demografischen Patientendaten und die klinische Vorgeschichte, fallspezifische Listmode-Datendateien für die Neuanalyse durch den Benutzer des Fallbuchs, ClearLLab 10C-spezifische Analyseprotokolle, die mit den Listmode-Daten verwendet werden können, und ein Analysebericht mit Protokollen beschrieben sind. Jeder Bericht enthält Hinweise zu den Analysen, in denen die immunophänotypischen Befunde sowie mögliche Probleme hervorgehoben sind. HINWEIS: Die Fallbuchbeispiele dienen nur der Illustration und es sind eventuell nicht alle Kategorien hämatolymphoider Neoplasien enthalten oder alle möglichen immunophänotypischen Subtypen beschrieben oder dargestellt. HINTERGRUND Die Immunophänotypisierungmittels Durchflusszytometrie bewertet das Vorliegen und Fehlen spezifischer Antigene für jede einzelne Zelle, die im Probenmaterial vorliegt. Gemeinsam erzeugen diese Ergebnisse ein immunophänotypisches Profil für jede Zelle, das entweder mit einer erwarteten Population in dieser Probenart vereinbar (d. h. normal) oder aber nicht mit einer erwarteten Population in dieser Probenart vereinbar (d. h. abweichend) ist. Bei der Beurteilung von Proben von Patienten mit Verdacht auf hämatolymphoide Malignitäten werden verschiedene Schritte durchlaufen 1 :

• Bewertung aller Zellpopulationen in der Probe

• Einteilung jeder Zellpopulation in die Sparte „normal“ oder aber „abweichend“

• Detaillierte Charakterisierung der abweichenden Population gemäß dem Vorliegen oder Fehlen von Antigenen sowie gemäß einer erhöhten oder verminderten Intensität der Färbung nach dem Färben mit fluorochrommarkierten Antikörpern • Interpretation des abweichenden Immunophänotyps unter Berücksichtigung von zusätzlichen Informationen wie der klinischen Vorgeschichte, sofern vorliegend, Histologie, Zytologie, Immunhistochemie und Genotypisierungsverfahren wie der In-situ-Hybridisierung, Karyotypisierung und molekularen Diagnostik

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KONSENSEMPFEHLUNGEN FÜR DIE IMMUNOPHÄNOTYPISIERUNG Im Laufe der vergangenen zwei Jahrzehnte wurden diverse Konsensempfehlungen für die durchflusszytometrische Immunophänotypisierung von Proben von Patienten mit bekannten oder vermuteten hämatolymphoiden Malignitäten entwickelt und auch zahlreiche Richtlinien in der wissenschaftlichen Literatur veröffentlicht. Die Immunophänotypisierung mittels Durchflusszytometrie ist seit dem Jahre 2008 auch Bestandteil der „WHO Classification of Tumors of Haematopoietic and Lymphoid Tissues“ (Klassifikation der Weltgesundheitsorganisation zur Beschreibung von Tumoren des blutbildenden und lymphatischen Gewebes) 2 . Medizinische Indikationen sowie die Validierung durchflusszytometrischer Assays, einschließlich der präanalytischen, analytischen und postanalytischen Einzelheiten zur Untersuchung, werden in den Empfehlungen der internationalen Konsensuskonferenz 2006 von Bethesda 3,4,5 und in den ICSH/ICCS-Praxisleitlinien für zellbasierte Fluoreszenzassays 6,7,8 behandelt. VORGESEHENE VERWENDUNG DER ClearLLab 10C-TESTSERIEN Die ClearLLab 10C-Testserien sind zur Verwendung als In-vitro-Diagnostikum zur qualitativen Identifikation von Zellpopulationen durch Multiparameter-Immunphänotypisierung auf Navios- und Navios EX-Durchflusszytometern vorgesehen. Diese Reagenzien werden als Hilfsmittel in der Differenzialdiagnose bei hämatologisch abnormalen Patienten verwendet, bei denen die folgenden hämatopoetischen Neoplasien vorliegen oder vermutet werden: chronische Leukämie, akute Leukämie, Non-Hodgkin-Lymphom, Myelom, myelodysplastisches Syndrom (MDS) und/oder myeloproliferative Neoplasie (MPN). Die Reagenzien können für peripheres Vollblut (entnommen in K 2 EDTA, Acid-Citrate-Dextrose (ACD) oder Heparin), Knochenmark (entnommen in K 2 EDTA, ACD oder Heparin) und Lymphknotenproben verwendet werden. Die Interpretation der Ergebnisse sollte von einem Pathologen oder einer gleichwertigen Fachkraft im Zusammenhang mit anderen klinischen oder Laborbefunden bestätigt werden.

Diese Reagenzien ermöglichen qualitative Multiparameterergebnisse für die unten aufgeführten Oberflächenantigene:

ClearLLab 10C-Testserien

Blauer Laser

Roter Laser

Violetter Laser

Bestell- Nr.

APC- A750 PB KRO

Röhrchen

FITC PE ECD PC5.5 PC7 APC APC- A700

B96805 B-Zellröhrchen

Kappa Lambda CD10 CD5 CD200 CD34 CD38 CD20 CD19 CD45

B96806 T-Zellröhrchen

CD4

CD2 CD56 CD5 CD34 CD7

CD8

CD3 CD45

TCR γδ

HLA- DR HLA- DR

B96807 M1-Zellröhrchen

CD16

CD7

CD10 CD13 CD64 CD34 CD14

CD11b CD45

B96808 M2-Zellröhrchen

CD15 CD123 CD117 CD13 CD33 CD34 CD38

CD19 CD45

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ClearLLab-KOMPENSATIONSKIT

Blauer Laser

Roter Laser

Violetter Laser

Bestell- Nr.

APC- A750 PB KRO

FITC

PE

ECD PC5.5

PC7

APC APC- A700

B74074

CD4

CD4

CD3

CD4

CD4

CD4

CD4

CD4

CD4

CD8

Das oben stehende Reagenz wird in einem standardisierten Format bereitgestellt, um mit Reagenzien zur Probenaufbereitung und Durchflusszytometereinrichtung sowie in Verbindung mit Software zur Datenerfassung und -analyse verwendet zu werden. Die ClearLLab 10C-Testserien entsprechen den Empfehlungen für die Standardisierung, wie in den Bethesda-Leitlinien dargelegt 2 . Zusätzliche Informationen zu den ClearLLab 10C-Testserien sind unter beckman.com/ClearLLab verfügbar. AUSWAHL UND INTERPRETATION VON FÄLLEN Die in diesem Fallbuch vorgelegten Daten wurden unter Berücksichtigung des Verfahrens im Dokument „ClearLLab 10C Panels Instructions For Use (IFU)“ (Gebrauchsinformation (IFU) für die ClearLLab 10C-Testserien) erzeugt, das unter beckman.com zur Verfügung steht. Repräsentative Fälle wurden anhand der Daten klinischer Studien ausgewählt und von den folgenden Personen überprüft, kommentiert und interpretiert:

Dr. Brent Wood, MD, PhD Professor für Laboratoriumsmedizin und Pathologie Leiter der hämatopathologischen Fakultät Leiter des hämatopathologischen Labors und der SCCA-Pathologie Medizinischer Leiter der SCCA-Labore University of Washington, Seattle, WA, USA Dr. Xueyan Chen, MD, PhD Lehrbeauftragte für Laboratoriumsmedizin Stellvertretende Leiterin des hämatopathologischen Labors University of Washington, Seattle, WA

Dr. Yi Zhou, MD, PhD Lehrbeauftragte Institut für Laboratoriumsmedizin University of Washington, Seattle, WA

Analyseprotokolle: Analyseprotokoll für ClearLLab 10C herunterladen. Analyse: Fallspezifische Kaluza C-Analysedateien herunterladen.

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ZUGEHÖRIGE DOKUMENTE

• ClearLLab 10C Application System Guide (Systemhandbuch für die ClearLLab 10C-Anwendung), Bestell-Nr. C28518AA • Kaluza C Flow Cytometry Software Instructions For Use (Gebrauchsinformation für die Kaluza C-Durchflusszytometriesoftware), Bestell-Nr. C20152 • Navios Flow Cytometer Instructions For Use (Gebrauchsinformation für das Navios-Durchflusszytometer), Bestell-Nr. 774532AG • Navios EX Flow Cytometer Instructions For Use (Gebrauchsinformation für das Navios EX-Durchflusszytometer), Bestell-Nr. B77111AC • ClearLLab 10C Panels Instructions For Use (Gebrauchsinformation für die ClearLLab 10C-Testserien), Bestell-Nr. C00197 • ClearLLab Compensation Beads Instructions For Use (Gebrauchsinformation für die ClearLLab Compensation Beads), Bestell-Nr. C00201 • ClearLLab Compensation Kit Instructions For Use (Gebrauchsinformation für das ClearLLab-Kompensationskit), Bestell-Nr. B74074 • ClearLLab Control Cells Instructions For Use (Gebrauchsinformation für ClearLLab Control Cells), Bestell-Nr. B99884 • ClearLLab Control Cells QC Analysis Protocols Download Addendum (Anhang zum Herunterladen der QK- Analyseprotokolle für ClearLLab Control Cells), Bestell-Nr. C33260AA LITERATURHINWEISE 1. Flow Cytometric Immunophenotyping for Hematologic Neoplasms. F.E. Craig, K.A. Foon. Blood. 2008; 111; 3941–3967. 2. Swerdlow SH, Campo E, Harris NL, Jaffe EA, Pileri SA, Stain H, Thiele J, & Vardiman JW (eds) (2008) WHO Classification of Tumors of Haematopoietic and Lymphoid Tissues. IARC Press: Lyon 3. The 2016 revision of the World Health Organization classification of lymphoid neoplasms. Swerdlow SH, et al. Blood. 2016;127:2375–90. 4. The 2016 revision of the World Health Organization classification of myeloid neoplasms and acute leukemia. Arber DA, et al. Blood 2016 127:2391–2405. 5. 2006 Bethesda International Consensus recommendations on the immunophenotypic analysis of hematolymphoid neoplasia by flow cytometry: optimal reagents and reporting for the flow cytometric diagnosis of hematopoietic neoplasia. Wood BL, Arroz M, Barnett D, DiGiuseppe J, Greig B, Kussick SJ, Oldaker T, Shenkin M, Stone E, Wallace P. Cytometry B Clin Cytom. 2007;72 Suppl 1:S14-22 6. 2006 Bethesda International Consensus recommendations on the flow cytometric immunophenotypic analysis of hematolymphoid neoplasia: medical indications. Davis BH, Holden JT, Bene MC, Borowitz MJ, Braylan RC, Cornfield D, Gorczyca W, Lee R, Maiese R, Orfao A, Wells D, Wood BL, Stetler-Stevenson M. Cytometry B Clin Cytom. 2007;72 Suppl 1:S5-13 7. 2006 Bethesda International Consensus Conference on Flow Cytometric Immunophenotyping of Hematolymphoid Neoplasia. Stetler-Stevenson M, Davis B, Wood B, Braylan R. Cytometry B Clin Cytom. 2007;72 Suppl 1:S3 8. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS - part III - analytical issues. Tanqri S, Vall H, Kaplan D, Hoffman B, Purvis N, Porwit A, Hunsberger B, Shankey TV; ICSH/ICCS Working Group. Cytometry B Clin Cytom. 2013 Sep-Oct;84(5):291–308. doi: 10.1002/cyto.b.21106 9. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS - part IV - postanalytic considerations. Barnett D, Louzao R, Gambell P, De J, Oldaker T, Hanson CA; ICSH/ICCS Working Group. Cytometry B Clin Cytom. 2013 Sep-Oct;84(5):309–14. doi: 10.1002/cyto.b.21107 10. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS - part V - assay performance criteria. Wood B, Jevremovic D, Béné MC, Yan M, Jacobs P, Litwin V; ICSH/ICCS Working Group. Cytometry B Clin Cytom. 2013 Sep-Oct;84(5):315–23. doi: 10.1002/cyto.b.2110

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FÄLLE

Für sämtliche Fälle gilt das nachstehende Farbprioritätsgating:

Lymphozyten (Gate „Ly“)/NK-Zellen: rot CD19-positive (+) B-Zellen: orange CD3-positive (+) T-Zellen: hellblau

Monozyten (Gate „Mo“): grün Granulozyten (Gate „Gr“): blau Für CD45 schwache Population (Gate „CD45dim“): lila

Zusätzliche abweichende Populationen: petrol CD45-negative Population: grau

KEINE IMMUNOPHÄNOTYPISCHE ABNORMALITÄT Bei der Durchflusszytometrie handelt es sich um eine Methode zur Charakterisierung von Leukozyten-Populationen. Sie kann als Hilfsmittel in der Differenzialdiagnose bei hämatologisch abnormalen Patienten verwendet werden, bei denen eine hämatopoetische Neoplasie vorliegt oder vermutet wird, einschließlich chronischer Leukämie, akuter Leukämie, Non-Hodgkin- Lymphom, Myelom, myelodysplastischem Syndrom (MDS) und/oder myeloproliferativer Neoplasie (MPN). Ein entscheidender Faktor bei der Identifikation von abweichenden Populationen in diesen klinischen Situationen ist die Vertrautheit mit normalen Zellpopulationen, die in Vollblut-, Knochenmarks- oder Lymphknotengewebeproben vorliegen. Nachstehend finden sich Beispiele für normale Proben, die mithilfe von ClearLLab 10C-Testserien gefärbt wurden.

PERIPHERES VOLLBLUT Fall-Nr. 1: Normales Vollblut

Fallbericht Dieser 65-jährige männliche Patient stellt sich mit Thrombozytopenie vor. Eine periphere Vollblutprobe wird zur Immunophänotypisierung mittels Durchflusszytometrie unter Verwendung der ClearLLab 10C-Testserien eingereicht. Immunophänotypisierung mittels Durchflusszytometrie

B-Zellröhrchen

Abbildung 1: Dieser Zeit vs. CD45-Punktplot ist nicht-gegatet und zeigt alle erfassten Ereignisse der Reihe nach an. Dieser Plot wird verwendet, um Störungen des Flüssigkeitssystemswährendder Probenerfassung zubewerten. Eine stabile Erfassung wird durch ein gleichmäßiges Ereignismuster imZeitverlauf dargestellt. Ereignisse, die vomstabilenMuster abweichen, können imGate „Time“ (Zeit) ausgenommenwerden.

Abbildung 2: Dieser FS INT vs. FS PEAK-Punktplot zeigt Ereignisse im Gate „Time“ (Zeit). Dieser Plot wird verwendet, umZelldubletten oder Anhäufungen auszunehmen. Singlettenereignisse zeigen ein lineares Verhältnis von INT vs. PEAK und sind im Gate „Singlets“ (Singletten) dargestellt, während Dubletten außerhalb des linearen Verhältnisses liegen.

Inhaltsverzeichnis > Keine immunophänotypische Abnormalität > Fall-Nr. 1: Normales Vollblut

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B-Zellröhrchen

Abbildung3:DieserSeitwärtsstreuungvs.Vorwärtsstreuung-PunktplotzeigtEreignisse imGate„Singlets“(Singletten).DieserPlotwirdverwendet,umZelldebrisauszunehmen, die gewöhnlich eine verringerteVorwärtsstreuung aufweist. Frühe apoptotische Zellen besitzen ebenfalls eine leicht erhöhte Seitwärtsstreuung, während späte apoptotische und nekrotische Zellen eine in unterschiedlichemMaße verringerte Seitwärtsstreuung aufweisen. Lebensfähige Zellen sind im Gate „Cells“ (Zellen) dargestellt.

Abbildung 4: Dieser CD45 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt Ereignisse im Gate „Cells“(Zellen).DieserPlotwirdverwendet,umverschiedeneLeukozyten-Untergruppen zu markieren, die als CD45-positiv gegatet sind. Die CD45-negative Population beinhaltet für gewöhnlich Erythrozyten, Thrombozytenaggregate, Gewebsdebris oder nicht-hämatopoetische Zellen.

Abbildung 6: Dieser CD19 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt Ereignisse im Gate „Cells“ (Zellen). Das Gate „CD19+“ identifiziert CD19-positive Zellen. CD19 wird auf reifen und unreifen B-Zellen sowie den meisten Plasmazellen exprimiert. Diese Zellen besitzen gewöhnlich eine niedrige bis mittelhohe Seitwärtsstreuung.

Abbildung 5: Dieser CD45 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt Ereignisse imGate „CD45+“. Dieser Punktplot erlaubt die Unterscheidung von einigen Leukozyten- Populationen, die gewöhnlich in Proben von peripherem Blut, Knochenmark und Lymphknoten gefunden werden können, darunter Lymphozyten (Gate „Ly“, rot/ orange), Monozyten (Gate „Mo“, grün) und Granulozyten (Gate „Gr“, blau). Das Gate „CD45dim“ (lila) deckt den Bereich ab, in dem für gewöhnlich frühe Progenitoren liegen, d. h. Myeloblasten und unreife B-Zellen. Basophile, plasmazytoide dendritische Zellen, Plasmazellen und NK-Zellen können ebenfalls in diesemBereich liegen. Indem den Ereignissen in jedem einzelnen Gate verschiedene Farben zugeteilt werden, können die unterschiedlichen Populationenwährend der Analyse identifiziert werden.

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B-Zellröhrchen

Abbildung 7: Dieser Kappa vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. DieOberflächenleichtketteKappawird auf reifenB-Zellen (orange) undunreifen B-Zellen des späten Stadiums exprimiert. Der Anteil an Kappa-positiven B-Zellen ist für gewöhnlich größer als der Anteil anKappa-negativen (Lambda-positiven) B-Zellen. Eine deutliche Kappa-Positivität kann bei Monozyten (grün) aufgrund der durch den Fc-Rezeptor vermittelten Bindung des Immunoglobulins erkannt werden. Die für die Kappa-Leichtkette positiven Zellen befinden sich auf der rechten Seite des Plots.

Abbildung 8: Dieser Lambda vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. Die Oberflächenleichtkette Lambda wird auf reifen B-Zellen (orange) und unreifen B-Zellen des späten Stadiums exprimiert. Der Anteil an Lambda-positiven B-Zellen ist für gewöhnlich kleiner als der Anteil an Lambda-negativen (Kappa- positiven) B-Zellen. Eine deutliche Lambda-Positivität kann bei Monozyten (grün) aufgrund der durch den Fc-Rezeptor vermittelten Bindung des Immunoglobulins erkannt werden. Die für die Lambda-Leichtkette positiven Zellen befinden sich auf der rechten Seite des Plots.

Abbildung 9: Dieser CD10 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD10 wird auf unreifen B-Zellen, reifen B-Zellen der Keimdrüsen und reifen Granulozyten (blau) exprimiert. DieGranulozyten zeigen eine hohe Seitwärtsstreuung, wohingegen lymphoide Zellen eine niedrige Seitwärtsstreuung aufweisen.

Abbildung 10: Dieser CD5 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD5 wird auf unreifen sowie reifen T-Zellen (rot, unten rechts) exprimiert und auf einer Untergruppe von reifen B-Zellen (orange) schwach exprimiert. Diese lymphoiden Zellen besitzen gewöhnlich eine niedrige Seitwärtsstreuung.

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B-Zellröhrchen

Abbildung 11: Dieser CD200 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD200wird für gewöhnlich auf B-Zellen exprimiert, ist jedoch negativ in einigen neoplastischen B-Zellen. Es ist vor allem nützlich, um ein Mantelzell-Lymphom (für gewöhnlich CD200-negativ) von einer chronisch lymphatischen Leukämie/einem kleinen lymphozytischen Lymphom(für gewöhnlichCD200-positiv) zu unterscheiden.

Abbildung 12: Dieser CD34 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD34 ist ein Marker für frühe hämatopoetische Progenitoren. Es wird auf hämatopoetischen Stammzellen, frühen myeloischen Progenitoren (Myeloblasten) sowie unreifen B- und T-Zellen (Lymphoblasten) exprimiert. Reife Granulozyten, Monozyten und Lymphozyten sind negativ für CD34. CD34-positive Progenitoren entsprechen für gewöhnlich weniger als 0,01 % der Leukozyten in peripherem Blut.

Abbildung 14: Dieser CD20 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD20wird auf reifen B-Zellen (orange) und auf einemvariablen niedrigen Level auf einer Untergruppe von reifen T-Zellen exprimiert. Es wird auf unreifen B-Zellen des späteren Stadiums variabel exprimiert. CD20-positive Zellen liegen für gewöhnlich im Lymphozyten-Gate mit einer niedrigen Seitwärtsstreuung.

Abbildung 13: Dieser CD38 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen.CD38 isteinAktivierungsmarker.EswirdaufdemhöchstenLevelaufPlasmazellen exprimiert, auf einem mittelhohen Level auf unreifen myeloischen und lymphoiden Progenitoren, auf einemniedrigen Level auf Monozyten (grün) und auf einemvariablen Level auf aktivierten reifen Lymphozyten.

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B-Zellröhrchen

Abbildung15.DieserLambdavs.Kappa-PunktplotzeigtalleCD19+-Zellen.Früheunreife B-Zellen (lila) exprimieren keine Leichtketten vonOberflächen-Immunglobulinen, d. h. sie sind entweder negativ für Kappa- oder für Lambda-Leichtketten. Reife B-Zellen sind polyklonal und exprimieren entweder Kappa- oder Lambda-Leichtketten. Das normale Kappa/Lambda-Verhältnis liegt bei 1:4 mit einem Intervall zwischen 1 und 2. Es tritt für gewöhnlich ein erhöhter Leerwert aufgrund von anhaftendem Plasma- Immunglobulin auf.

Abbildung 16. Dieser CD19 vs. CD20-Punktplot zeigt alle Zellen im Lymphozyten- Gate (Ly). Reife B-Zellen exprimieren sowohl CD19 als auch CD20 (orange). Einige neoplastische B-Zellen können eine verringerte Exprimierung von CD19 oder CD20 aufweisen.

Abbildung 17. Dieser CD19 vs. CD10-Punktplot zeigt alle Zellen imLymphozyten-Gate (Ly). B-Zellen sind CD19-positiv (orange). CD10-positive reife B-Zellen sind in den Keimdrüsen der Lymphknoten verteilt und eine kleine Untergruppe von unreifen B-Zellen des späten Stadiums liegt in peripheren Blut- und Knochenmarksproben vor.

Abbildung 18. Dieser CD38 vs. CD10-Punktplot zeigt alle Zellen im Lymphozyten- Gate (Ly). CD38 wird auf demhöchsten Level auf Plasmazellen exprimiert, auf einem mittelhohen Level auf unreifen B-Zellen und auf einem niedrigen Level auf B-Zellen der Keimdrüsen. Die meisten reifen B-Zellen (orange) zeigen eine niedrige bis gar keine Exprimierung von CD38. T-Zellen (rot) zeigen eine variable Exprimierung von CD38, abhängig von ihrem Aktivierungszustand.

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B-Zellröhrchen

Abbildung 19. Dieser CD20 vs. CD10-Punktplot zeigt alle Zellen imLymphozyten-Gate (Ly). Die meisten reifen B-Zellen exprimieren CD20 gleichmäßig auf einem hohen Level, jedoch kein CD10.

Abbildung 20. Dieser CD19 vs. CD5-Punktplot zeigt alle Zellen imLymphozyten-Gate (Ly). CD5 wird auf T-Zellen (rot, oben links) exprimiert, auf einem niedrigen Level auf einer Untergruppe von normalen reifen B-Zellen (orange) variabel exprimiert und auf einigen Untergruppen von neoplastischen B-Zellen exprimiert.

Abbildung 22. Dieser CD5 vs. CD200-Punktplot zeigt alle Zellen im Lymphozyten- Gate (Ly). Die meisten reifen B-Zellen exprimieren CD200, wobei für gewöhnlich eine Untergruppe CD5 variabel exprimiert. Neoplastische B-Zellen der chronisch lymphatischen Leukämie/des kleinen lymphozytischen Lymphoms exprimieren für gewöhnlich CD5 und CD200, wohingegen die Zellen des Mantelzell-Lymphoms für gewöhnlich CD5 exprimieren, aber kein CD200.

Abbildung21.DieserCD20vs.CD200-PunktplotzeigtalleZellen imLymphozyten-Gate (Ly). Die meisten reifen B-Zellen (orange) exprimieren CD200 auf einem niedrigen bis mittelhohen Level.

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T-Zellröhrchen

Abbildung 1: Dieser Zeit vs. CD45-Punktplot ist nicht-gegatet und zeigt alle erfassten Ereignisse der Reihe nach an. Dieser Plot wird verwendet, um Störungen des Flüssigkeitssystemswährendder Probenerfassung zubewerten. Eine stabile Erfassung wird durch ein gleichmäßiges Ereignismuster imZeitverlauf dargestellt. Ereignisse, die vomstabilenMuster abweichen, können imGate „Time“ (Zeit) ausgenommenwerden.

Abbildung 2: Dieser FS INT vs. FS PEAK-Punktplot zeigt Ereignisse im Gate „Time“ (Zeit). Dieser Plot wird verwendet, umZelldubletten oder Anhäufungen auszunehmen. Singlettenereignisse zeigen ein lineares Verhältnis von INT vs. PEAK und sind im Gate „Singlets“ (Singletten) dargestellt, während Dubletten außerhalb des linearen Verhältnisses liegen.

Abbildung 3: Dieser Seitwärtsstreuung vs. Vorwärtsstreuung-Punktplot zeigt Ereignisse imGate „Singlets“ (Singletten). Dieser Plot wird verwendet, umZelldebris auszunehmen, die gewöhnlich eine verringerte Vorwärtsstreuungmit einer erhöhten Seitwärtsstreuung aufweist. Frühe apoptotische Zellen besitzen ebenfalls eine leicht erhöhte Seitwärtsstreuung, während späte apoptotische und nekrotische Zellen eine in unterschiedlichem Maße verringerte Seitwärtsstreuung aufweisen. Lebensfähige Zellen sind im Gate „Cells“ (Zellen) dargestellt.

Abbildung 4: Dieser CD45 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt Ereignisse im Gate „Cells“ (Zellen). Dieser Plot wird verwendet, um verschiedene Leukozytentypen zu markieren, die CD45-positiv sind. Die CD45-negative Population beinhaltet für gewöhnlichErythrozyten,Thrombozytenaggregateodernicht-hämatopoetischeZellen.

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Abbildung 5: Dieser CD45 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt Ereignisse imGate „CD45+“. Dieser Punktplot erlaubt die Unterscheidung von einigen Leukozyten- Populationen, die gewöhnlich in Proben von peripherem Blut, Knochenmark und Lymphknoten gefunden werden können, darunter Lymphozyten (Gate „Ly“, rot/ hellblau), Monozyten (Gate „Mo“, grün) und Granulozyten (Gate „Gr“, blau). Das Gate „CD45dim“ (lila) deckt denBereich ab, in demfür gewöhnlichMyeloblasten und unreife B-Zellen liegen. Basophile, plasmazytoide dendritische Zellen, Plasmazellen und NK- Zellen können ebenfalls in diesem Bereich liegen. Indem den Ereignissen in jedem einzelnen Gate verschiedene Farben zugeteilt werden, können die unterschiedlichen Populationen während der Analyse beobachtet werden.

Abbildung 6: Dieser CD3 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. Das Gate „CD3+“ identifiziert Zellen mit einer Oberflächenexprimierung von CD3 (hellblau). CD3 ist hochspezifisch für T-Zellen und wird nur auf der Oberfläche von reifen T-Zellen sowie unreifen T-Zellen des späteren Stadiums exprimiert. Diese Zellen besitzen gewöhnlich eine niedrige bis mittelhohe Seitwärtsstreuung.

Abbildung 8: Dieser CD4 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD4 wird auf einem hohen Level auf einer Untergruppe von unreifen und reifen T-Zellen exprimiert (hellblau). CD4 wird ebenfalls auf monozytären Zellen (grün) exprimiert, jedoch auf einem niedrigeren Level als auf CD4-positiven T-Zellen.

Abbildung 7: Dieser TCR γδ vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. TCR γδ ist eine Untergruppe des T-Zell-Rezeptors und wird auf einer kleinen Untergruppe von zytotoxischen T-Zellen exprimiert. Diese Zellen besitzen gewöhnlich eine niedrige Seitwärtsstreuung (hellblau).

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Abbildung 9: Dieser CD2 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD2 ist einAntigen, das auf beinahe allen unreifen und reifen T-Zellen (hellblau) exprimiert wird. CD2 wird ebenfalls auf NK-Zellen (rot, unten rechts) exprimiert und auf einem niedrigen Level auf Monozyten (grün).

Abbildung 10: Dieser CD56 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD56 wird für gewöhnlich auf einer Hauptuntergruppe von NK-Zellen (rot), T-Zellen mit natürlicher Killer-Aktivität (NK-T-Zellen) und vielen Gamma-Delta-T- Zellen (hellblau) exprimiert. CD56 wird ebenfalls teilweise auf monozytären Zellen (grün) exprimiert, die sich sowohl in einem reaktiven als auch einem neoplastischen Zustand befinden können.

Abbildung 11: Dieser CD5 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD5 wird auf den meisten unreifen und reifen T-Zellen (hellblau) exprimiert und auf einem niedrigen Level auf einer Untergruppe von reifen B-Zellen. Sehr frühe unreifeT-ZellenundGamma-Delta-T-Zellenbesitzenfürgewöhnlicheineniedrigebisgar keine Exprimierung von CD5. Eine kleine Untergruppe von NK-Zellen exprimiert CD5.

Abbildung 12: Dieser CD34 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD34 ist ein Marker für frühe hämatopoetische Progenitoren. Es wird auf hämatopoetischen Stammzellen, frühen myeloischen Progenitoren (Myeloblasten) sowie unreifen B- und T-Zellen (Lymphoblasten) exprimiert. Reife Granulozyten, Monozyten und Lymphozyten sind negativ für CD34. CD34-positive Progenitoren entsprechen für gewöhnlich weniger als 0,01 % der Leukozyten in peripherem Blut.

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Abbildung 13: Dieser CD7 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD7 wird auf unreifen T-Zellen während des frühsten Stadiums der T-Zell- Entwicklung exprimiert, dauert durch die T-Zell-Reifung hindurch an und wird auf reifen T-Zellen (hellblau) variabel exprimiert. Es wird ebenfalls gleichmäßig auf NK- Zellen (rot, unten rechts) exprimiert und auf einer Untergruppe von plasmazytoiden dendritischenZellensowieaufeinerUntergruppevon liniengebundenenCD34-positiven Progenitoren schwach exprimiert.

Abbildung 14: Dieser CD8 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD8 wird auf einer Untergruppe von unreifen und reifen T-Zellen (hellblau) exprimiert und identifiziert die zytotoxische reife T-Zellpopulation. Es wird auf einem niedrigen Level auf NK-Zellen und Gamma-Delta-T-Zellen variabel exprimiert.

Abbildung 15. Dieser CD3 vs. CD56-Punktplot zeigt alle Zellen imLymphozyten-Gate (Ly). T-Zellen werden durch die Exprimierung von CD3 identifiziert, da es auf allen reifen T-Zellen vorliegt und nicht von Zellen anderer Linien exprimiert wird. NK-Zellen exprimieren definitionsgemäß kein CD3 auf ihrer Oberfläche, exprimieren aber CD56 auf einer Hauptuntergruppe (rot, oben links). Kleine Untergruppen von reifen T-Zellen exprimieren ebenfalls CD56, insbesondere T-Zellen mit natürlicher Killer-Aktivität (NK-T-Zellen) und Gamma-Delta-T-Zellen.

Abbildung 16. Dieser CD5 vs. CD3-Punktplot zeigt alle Zellen im Lymphozyten-Gate (Ly). CD3 und CD5 werden auf den meisten reifen T-Zellen (hellblau) koexprimiert, wennaucheinekleineUntergruppevonzytotoxischenT-Zellen,dieeinegroßegranuläre Lymphozytenmorphologie aufweist, für gewöhnlich eine verringerte bis gar keine Exprimierung von CD5 zeigt. CD5 wird auf den meisten NK-Zellen nicht exprimiert.

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Abbildung 18. Dieser CD8 vs. CD4-Punktplot zeigt alle Zellen im Lymphozyten-Gate (Ly). CD3-positive T-Zellen (hellblau) beinhalten Untergruppen von CD4-positiven (Helfer-) und CD8-positiven (zytotoxischen) Zellen. Die Anzahl an CD4-positiven T-Zellen übersteigt für gewöhnlich die Anzahl an CD8-positiven T-Zellen, wobei das CD4:CD8-Verhältnis 1:1 bis 4:1 im peripheren Blut beträgt. Gelegentlich sind auch CD4- und CD8-doppelt negative oder -doppelt positive T-Zellen vorhanden. Die doppelt negativen T-Zellen bestehen für gewöhnlich zum größten Teil aus Gamma- Delta-T-Zellen. Von Bedeutung ist auch, dass Zellen, die positiv für CD4, aber negativ für CD3 sind (rot, Mitte links), Monozyten imLymphozyten-Gate darstellen. Dies zeigt, dass das CD45 vs. Seitwärtsstreuung-Gating nicht allein ausreicht, umLymphozyten klar identifizieren zu können.

Abbildung 17. Dieser CD7 vs. CD2-Punktplot zeigt alle Zellen im Lymphozyten-Gate (Ly). CD2 und CD7 werden auf der großen Mehrheit von reifen T-Zellen (hellblau) und NK-Zellen (rot, oben rechts) koexprimiert.

Abbildung 19. Dieser CD3 vs. CD4-Punktplot zeigt alle Zellen im Lymphozyten-Gate (Ly). Alle CD4-positiven T-Zellen exprimieren CD3. Monozyten und plasmazytoide dendritische Zellen exprimieren CD4 auf einem niedrigeren Level als CD4-positive T-Zellen und exprimieren kein CD3. NK-Zellen zeigen keine Exprimierung von sowohl CD3 als auch CD4.

Abbildung 20. Dieser CD3 vs. CD8-Punktplot zeigt alle Zellen im Lymphozyten-Gate (Ly). Alle CD8-positiven T-Zellen exprimieren CD3 (hellblau). Eine kleine Untergruppe von NK-Zellen exprimiert ebenfalls CD8 (rot, oben links), jedoch kein CD3.

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Abbildung 21. Dieser CD3 vs. TCR γδ -Punktplot zeigt alle Zellen im Lymphozyten- Gate (Ly). Eine kleine Untergruppe von T-Zellen exprimiert TCR-Gamma-Delta, das zusammenmit CD3 koexprimiert wird. Das sehr lineare Verhältnis zwischen CD3 und TCR entsteht durch das Vorhandensein eines heterodimeren Komplexes mit einem festen Verhältnis von 1:1, sodass eine erhöhte Exprimierung des einen Markers auf eine erhöhte Exprimierung des anderen Markers hinweist.

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Abbildung 1: Dieser Zeit vs. CD45-Punktplot ist nicht-gegatet und zeigt alle erfassten Ereignisse der Reihe nach an. Dieser Plot wird verwendet, um Störungen des Flüssigkeitssystemswährendder Probenerfassung zubewerten. Eine stabile Erfassung wird durch ein gleichmäßiges Ereignismuster imZeitverlauf dargestellt. Ereignisse, die vomstabilenMuster abweichen, können imGate „Time“ (Zeit) ausgenommenwerden.

Abbildung 2: Dieser FS INT vs. FS PEAK-Punktplot zeigt Ereignisse im Gate „Time“ (Zeit). Dieser Plot wird verwendet, umZelldubletten oder Anhäufungen auszunehmen. Singlettenereignisse zeigen ein lineares Verhältnis von INT vs. PEAK und sind im Gate „Singlets“ (Singletten) dargestellt, während Dubletten außerhalb des linearen Verhältnisses liegen.

Abbildung 4: Dieser CD45 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt Ereignisse im Gate „Cells“(Zellen).DieserPlotwirdverwendet,umverschiedeneLeukozyten-Untergruppen zu markieren, die als CD45-positiv gegatet sind. Die CD45-negative Population beinhaltet für gewöhnlich Erythrozyten, Thrombozytenaggregate, Gewebsdebris oder nicht-hämatopoetische Zellen.

Abbildung 3: Dieser Seitwärtsstreuung vs. Vorwärtsstreuung-Punktplot zeigt Ereignisse imGate „Singlets“ (Singletten). Dieser Plot wird verwendet, umZelldebris auszunehmen, die gewöhnlich eine verringerte Vorwärtsstreuungmit einer erhöhten Seitwärtsstreuung aufweist. Frühe apoptotische Zellen besitzen ebenfalls eine leicht erhöhte Seitwärtsstreuung, während späte apoptotische und nekrotische Zellen eine in unterschiedlichem Maße verringerte Seitwärtsstreuung aufweisen. Lebensfähige Zellen sind im Gate „Cells“ (Zellen) dargestellt.

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Abbildung 5: Dieser CD45 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt Ereignisse imGate „CD45+“. Dieser Punktplot erlaubt die Unterscheidung von einigen Leukozyten- Populationen, die gewöhnlich in Proben von peripherem Blut, Knochenmark und Lymphknoten gefunden werden können, darunter Lymphozyten (Gate „Ly“, rot), Monozyten (Gate „Mo“, grün) undGranulozyten (Gate „Gr“, blau). DasGate „CD45dim“ (lila) deckt den Bereich ab, in dem für gewöhnlich Myeloblasten und unreife B-Zellen liegen.Basophile,plasmazytoidedendritischeZellen,PlasmazellenundNK-Zellenkönnen ebenfalls in diesem Bereich liegen. Indem den Ereignissen in jedem einzelnen Gate verschiedene Farben zugeteilt werden, können die unterschiedlichen Populationen während der Analyse beobachtet werden.

Abbildung 6: Dieser CD16 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD16wird auf demhöchsten Level auf reifenGranulozyten (blau) exprimiert. Die meisten NK-Zellen exprimieren CD16 (rot, unten rechts) ebensowie eine Untergruppe von aktivierten Monozyten (grün).

Abbildung 8: Dieser CD10 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD10 wird auf unreifen B-Zellen, reifen B-Zellen der Keimdrüsen und reifen Granulozyten (blau) exprimiert. DieGranulozyten zeigen eine hohe Seitwärtsstreuung, wohingegen lymphoide Zellen eine niedrige Seitwärtsstreuung aufweisen.

Abbildung 7: Dieser CD7 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD7 wird auf unreifen T-Zellen während des frühsten Stadiums der T-Zell- Entwicklung exprimiert, dauert durch die T-Zell-Reifung hindurch an und wird auf reifen T-Zellen (rot, unten rechts) variabel exprimiert. Es wird ebenfalls auf NK-Zellen exprimiert und auf einer Untergruppe von plasmazytoiden dendritischen Zellen sowie auf einer Untergruppe von liniengebundenen Progenitoren schwach exprimiert.

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Abbildung 9: Dieser CD13 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD13 wird auf reifenden Granulozyten (blau), reifen Monozyten (grün) und myeloischen Progenitoren (lila) exprimiert.

Abbildung 10: Dieser CD64 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD64 wird auf dem höchsten Level auf reifen Monozyten (grün) exprimiert. CD64 wird auf ruhenden reifen Granulozyten (blau) nur schwach exprimiert, die Exprimierung steigt jedochmit der Aktivierung der Granulozyten an. CD64wird nicht auf Lymphozyten (rot) oder den meisten CD34-positiven Progenitoren exprimiert. Aktivierte reifeMonozyten exprimieren CD64 auf einemniedrigeren Level und zeigen eine niedrigere Seitwärtsstreuung.

Abbildung 11: Dieser CD34 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD34 ist ein Marker für frühe hämatopoetische Progenitoren. Es wird auf hämatopoetischen Stammzellen, frühen myeloischen Progenitoren (Myeloblasten) sowie unreifen B- und T-Zellen (Lymphoblasten) exprimiert. Reife Granulozyten, Monozyten und Lymphozyten sind negativ für CD34. CD34-positive Progenitoren entsprechen für gewöhnlich weniger als 0,01 % der Leukozyten in peripherem Blut.

Abbildung 12: Dieser CD14 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD14 wird auf einem hohen Level auf reifen Monozyten (grün) und auf einem niedrigen Level auf reifen Granulozyten (blau) exprimiert. Aktivierte reife Monozyten exprimieren CD14 auf einemniedrigeren Level und zeigen eine niedrigere Seitwärtsstreuung.

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Abbildung 13: Dieser HLA-DR vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen.HLA-DRwirdaufantigenpräsentierendenZellenexprimiert,darunterMonozyten (grün) und plasmazytoide dendritische Zellen. Es wird ebenfalls auf CD34-positiven Progenitoren, unreifen und reifen B-Zellen sowie aktivierten T-Zellen exprimiert.

Abbildung 14: Dieser CD11b vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD11b wird auf Granulozyten (blau) und Monozyten (grün) exprimiert. CD11b wird ebenfalls auf NK-Zellen und Basophilen exprimiert.

Abbildung 16. Dieser CD16 vs. CD13-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD13 wird auf Granulozyten (blau), Monozyten (grün), Basophilen und CD34-positiven Progenitoren exprimiert. CD16 wird auf reifenden Granulozyten (blau) und einer Untergruppe von NK-Zellen (rot, unten rechts) exprimiert.

Abbildung 15. Dieser CD11b vs. CD16-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD11b wird auf Monozyten (grün), unreifen und reifen Granulozyten (blau) sowie NK-Zellen (rot) exprimiert. CD16 wird auf unreifen und reifen Granulozyten (blau) und einer Untergruppe von NK-Zellen (rot, oben rechts) exprimiert. Aktivierte reife Monozyten exprimieren CD16 auf einem variablen Level und sind positiv für CD11b.

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Abbildung 17. Dieser CD13 vs. CD34-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD13 wird auf Granulozyten (blau), Monozyten (grün), Basophilen und CD34-positiven Progenitoren exprimiert. CD34 wird auf frühen hämatopoetischen Progenitoren exprimiert. Reife Granulozyten, Monozyten und Lymphozyten sind negativ für CD34.

Abbildung18.DieserCD14vs.CD64-Punktplotzeigtalle lebensfähigenZellen.CD64wird aufeinemhohenLevelaufMonozyten(grün)exprimiertundaufeinemniedrigerenLevel auf Granulozyten (blau). CD14 wird auf einemhohen Level auf Monozyten exprimiert und auf einem niedrigeren Level auf Granulozyten (blau). Aktivierte reife Monozyten exprimieren CD14 und CD64 auf einem in unterschiedlichemMaße niedrigeren Level.

Abbildung 20. Dieser HLA-DR vs. CD10-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. HLA-DR wird auf Monozyten (grün), B-Zellen, plasmazytoiden dendritischen Zellen und CD34-positiven Progenitoren exprimiert. CD10 wird auf reifen Granulozyten (blau) exprimiert.

Abbildung 19. Dieser CD14 vs. CD16-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD14 wird auf einem hohen Level auf Monozyten (grün) und auf einem niedrigeren Level auf Granulozyten (blau, oben links) exprimiert. CD16wird auf Granulozyten und einer Untergruppe von NK-Zellen (rot, mittig links) exprimiert. Aktivierte reife Monozyten exprimieren CD14 und CD16 auf einem in unterschiedlichemMaße niedrigeren Level.

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Abbildung 21. Dieser CD7 vs. CD13-Punktplot zeigt alle lebensfähigen Zellen. CD7wird auf T-Zellen und NK-Zellen (rot, unten rechts) exprimiert. CD13wird auf Granulozyten (blau), Monozyten (grün), Basophilen und CD34-positiven Progenitoren exprimiert. Eine Koexprimierung von CD13 und CD7 tritt in der Regel nicht auf.

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Abbildung 1: Dieser Zeit vs. CD45-Punktplot ist nicht-gegatet und zeigt alle erfassten Ereignisse der Reihe nach an. Dieser Plot wird verwendet, um Störungen des Flüssigkeitssystemswährendder Probenerfassung zubewerten. Eine stabile Erfassung wird durch ein gleichmäßiges Ereignismuster imZeitverlauf dargestellt. Ereignisse, die vomstabilenMuster abweichen, können imGate „Time“ (Zeit) ausgenommenwerden.

Abbildung 2: Dieser FS INT vs. FS PEAK-Punktplot zeigt Ereignisse im Gate „Time“ (Zeit). Dieser Plot wird verwendet, umZelldubletten oder Anhäufungen auszunehmen. Singlettenereignisse zeigen ein lineares Verhältnis von INT vs. PEAK und sind im Gate „Singlets“ (Singletten) dargestellt, während Dubletten außerhalb des linearen Verhältnisses liegen.

Abbildung 4: Dieser CD45 vs. Seitwärtsstreuung-Punktplot zeigt Ereignisse im Gate „Cells“(Zellen).DieserPlotwirdverwendet,umverschiedeneLeukozyten-Untergruppen zu markieren, die als CD45-positiv gegatet sind. Die CD45-negative Population beinhaltet für gewöhnlich Erythrozyten, Thrombozytenaggregate, Gewebsdebris oder nicht-hämatopoetische Zellen.

Abbildung3:DieserSeitwärtsstreuungvs.Vorwärtsstreuung-PunktplotzeigtEreignisse imGate„Singlets“(Singletten).DieserPlotwirdverwendet,umZelldebrisauszunehmen, die gewöhnlich eine verringerteVorwärtsstreuung aufweist. Frühe apoptotische Zellen besitzen ebenfalls eine leicht erhöhte Seitwärtsstreuung, während späte apoptotische und nekrotische Zellen eine in unterschiedlichemMaße verringerte Seitwärtsstreuung aufweisen. Lebensfähige Zellen sind im Gate „Cells“ (Zellen) dargestellt.

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